조직학적 연구 방법 정상, 병리학 및 실험 조건에서 인간, 동물 및 식물의 세포 및 조직의 구조와 기능을 연구하는 데 사용됩니다. G.m의 기초 및. is - 현미경 검사를 위한 세포 및 조직 제제 제조에 사용되는 일련의 방법론적 기술. 세포 및 조직의 현미경 연구는 연구 대상의 상태에 따라 두 가지 주요 방법으로 수행할 수 있습니다. 살아있는 세포 및 조직 연구, 특수 고정으로 인해 구조를 유지하는 무생물 세포 및 조직 연구 기법. 살아있는 물체에 대한 연구 - 중요한 (supravital) - 세포와 조직의 생리적 과정, 생체 내 구조를 관찰하는 것이 가능합니다. 그것은 액체 배지(혈액 세포, 긁힌 상피 세포 등)에 자유롭게 현탁된 세포와 특수 영양 배지에서 자란 세포 및 조직 배양에서 수행됩니다. 생체 내 관찰의 대상은 얇고 투명한 조직 필름(, 수영막)일 수 있습니다. 실험 연구에서는 생물학적 창 방법(투명 챔버 이식)과 자연 투명 환경(예: 동물 눈의 전방 챔버)에서 조직 이식 연구를 사용합니다. 당면한 작업에 따라 암시야, 위상차, 형광, 편광, 자외선과 같은 다양한 특수 현미경 방법이 중요한 연구에 사용됩니다. 생명 조직학적 방법은 주로 생물학 및 생물 의학 연구에 사용됩니다. 그들의 광범위한 사용은 생존 조직의 특성과 관련된 큰 기술적 어려움으로 인해 제한됩니다. 의학 연구, 특히 해부학 적 병리학 실험실의 실습에서는 고정 된 물체를 연구하는 방법이 사용됩니다. 고정의 목적은 사후 변화의 진행을 방지하는 화학 물질에 신속하게 노출시켜 세포 및 조직의 생체 내 구조를 보존하는 것입니다. 고정 방법의 선택은 연구의 목적과 고정할 재료의 특성에 따라 다릅니다. 따라서 중금속 염을 포함하는 고정 혼합물(예: 승화)은 얇은 세포 구조를 식별하는 데 사용됩니다. 세포학적 목적에 가장 적합한 고정제는 전자 현미경에서 자주 사용되는 사산화 오스뮴입니다. 보편적인 고정제는 10% 포르말린 용액의 형태로 사용되는 포름알데히드입니다. 균일하고 완전하기 위해서는 조직 조각이 작아야 하며 고정액의 부피는 고정할 재료의 부피보다 몇 배는 커야 합니다. 고정 후 조각은 일반적으로 물이나 알코올로 세척됩니다. 고형 조직 성분(예: 칼슘 침전물)은 석회 제거 기술을 사용하여 제거합니다. 일반적으로 신속 진단에 사용되는 조직 절편을 준비하는 가장 빠르고 쉬운 방법은 조각을 만들고 동결 마이크로톰에서 조직 절편을 얻는 것입니다. 그러나 충분히 얇은 절편은 물론 작은 물체와 부패 조직의 절편을 얻기가 어렵습니다. 따라서 일반적으로 조직 조각을 밀봉 매체 또는 셀로이딘에 붓습니다. 고형물은 강도가 증가된 알코올에서 탈수하고 중간 용매(자일렌 또는 파라핀의 경우 알코올-에테르는 셀로이딘)를 통과하고 파라핀 또는 셀로이딘을 함침시킨다. 파라핀으로 더 얇은 섹션을 얻을 수 있습니다 (5-8에서 1-2로 미크론) 셀로이딘보다 현미경 검사를 위한 섹션은 슬라이드 또는 회전식 마이크로톰을 사용하여 준비됩니다. 초박형 섹션(두께 90-100 ~ 5-15 nm) 전자현미경 연구에 필요한 물질을 울트라톰에 준비합니다. Ultratomes는 또한 광학 현미경에서 반-얇은 섹션을 얻기 위해 사용됩니다. 준비된 부분을 염색하여 염료를 다르게 인식하는 세포 및 조직의 구조를 명확하게 강조합니다. 주요 염료 - 착색 염기 및 그 염 (, 톨루이딘 블루, 하늘색, 비스마르크 브라운) - 소위 호염기구 (세포 핵, 결합 조직)를 염색합니다. 산성 염료 - 산 및 그 염(picric acid, erythrosin) 착색 - 호산성 또는 호산성, 구조(세포 세포질, 콜라겐, 탄성 섬유)를 염색합니다. 염색은 함침으로 구별해야합니다. 세포와 조직의 특정 영역을 기반으로 한 특별한 방법으로 염에서 중금속 (예 :은, 금, 오스뮴)을 복원하여 강렬한 색상을 얻습니다. 조직학적 준비의 준비는 개체의 구조, 색상 및 투명도의 보존을 보장하는 매체에 배치하여 완료됩니다. 예를 들어 대부분의 경우 유기 수지가 이러한 목적으로 사용됩니다.
1. 작은 의학 백과사전. - M.: 의학 백과사전. 1991-96 2. 응급처치. - M.: 위대한 러시아 백과사전. 1994 3. 의학 용어의 백과사전. - M.: 소련 백과사전. - 1982-1984.
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연구 대상은 고정(죽은) 또는 살아있는 세포 및 조직일 수 있습니다.
원료 및 축산물의 미세 구조를 연구하기 위해 일반적으로 고정 세포와 조직이 사용됩니다. 준비는 일시적이고 단일 연구를 위한 것이며 영구적이며 저장하고 반복적으로 검사할 수 있습니다. 또한 전체 또는 전체 제제가 사용됩니다.
임시 약물비교적 빨리 요리할 수 있습니다. 이를 위해 연구 중인 재료를 고정하고 냉동 마이크로톰에서 절편을 얻습니다. 이것이 없으면 조직이나 기관의 얇은 절편을 메스 또는 칼날로 만들 수 있습니다. 결과 섹션을 염색하고 유리 슬라이드에 놓은 다음 글리세린 한 방울을 바르고 커버슬립으로 덮습니다. 전분을 검출하기 위해 요오드화 칼륨의 요오드 용액이 사용됩니다. 요오드화 칼륨 0.5g을 소량의 물에 용해시키고 결정질 요오드 1g을 첨가하고 물을 100cm 3까지 첨가합니다. 유리 슬라이드에있는 소시지, 치즈 및 기타 재료의 얇은 조각에 몇 방울의 시약을 바르면 전분이 청자색으로 변합니다.
전체 또는 전체 준비조직이나 기관의 일부를 채취하지 않고 검사합니다. 예를 들어, 고정, 세척 및 염색 후 피하 조직의 필름 또는 식물 뿌리의 분쇄 제제가 슬라이드와 커버슬립 사이에 들어 있습니다. 개별 구조 요소를 식별하기 위해 피하 조직 또는 평활근 조직의 고정 및 염색 조각을 유리 슬라이드의 바늘로 뽑아냅니다. 이러한 준비를 뽑아 낸 것입니다. 예를 들어 안구의 망막이나 올챙이의 피부를 검사할 때 고정 및 세척 후 세포에 자연색을 갖는 유기 내포물(색소)이 포함되어 있기 때문에 착색을 하지 않는 경우가 있습니다.
조직학적 제제를 준비하는 방법.고정된 세포와 조직을 연구하는 주요 방법은 조직학적입니다. 특수 배지로 둘러싸인 염색된 조직 섹션의 연구. 절편을 얻기 위해 시험 물질을 파라핀 또는 셀로이딘에 붓는 것이 사용되어 절편(40-60미크론)의 빠른 준비를 위해 얇은 절편(각각 5-7미크론 또는 10-30미크론)을 얻을 수 있고 동결 기술이 사용됩니다.
조직학적 표본 준비의 주요 단계는 샘플링, 고정, 세척, 탈수, 파라핀 또는 셀로이딘에 포함, 염색, 커버슬립 아래에 두는 것입니다.
샘플 선택연구의 목적과 자료의 구조를 고려하여 작성됩니다. 검체의 크기는 평균 2.5~3.0cm를 넘지 않아야 하며 간, 비장 검체는 캡슐로 채취한다. 막이 심실보다 얇기 때문에 심방의 조각을 심장에서 잘라내고 한 번의 준비로 심외막, 심근 및 심내막의 지형적 관계를 볼 수 있습니다. 신장에서 림프절, 부신, 표면에 수직인 표면으로 깊숙이 들어가는 장기 부분을 잘라내어 피질과 수질이 준비물에 드러납니다. 변형된 장기의 제제를 준비할 필요가 있는 경우에는 검체에 병변의 전이영역이 포함되도록 환부의 경계에서 시험물질의 조각을 잘라낸다. 골격근의 샘플은 근육 섬유가 세로 및 가로 섹션에 있도록 절단해야 합니다. 다진 고기, 코티지 치즈 및 기타 부서지기 쉬운 샘플 샘플을 먼저 거즈 조각에 넣고 실로 묶습니다. 흉강을 열 때 탄성으로 인해 폐가 붕괴되어 통풍이 크게 손실되므로 유리 또는 고무 튜브가 추출 된 호흡 기관의 기관에 삽입되어 공기가 적당히 주입된다는 점을 명심해야합니다 . 삽입된 튜브 아래의 기관에 실크 결찰을 적용하고 완전히 잠기도록 부하를 묶습니다. 내장을 고정하기 위해 고정하려는 장기의 섹션을 미리 양쪽에 합자로 붕대합니다. 샘플에는 샘플 수와 날짜를 나타내는 두꺼운 종이 라벨이 제공됩니다.
정착,저것들. 자연 (평생) 건축술의 보존은 구조의 살아있는 원형질을 변하지 않는 상태로 옮기기 위해 수행됩니다. 고정제의 작용은 생물 물리학 적 과정의 결과로 조직과 기관에서 단백질의 돌이킬 수없는 응고가 발생한다는 사실에서 나타납니다. 장기에서 채취한 조직 샘플을 가능한 한 빨리 고정액에 담근다. 재료의 부피와 고정액의 비율은 최소 1:9여야 합니다(그림 3).
고정은 약간의 압축과 샘플의 부피 감소로 이어집니다. 대부분 10-12% 포르말린, 에틸 알코올, 아세톤이 고정에 사용됩니다. 표시된 농도의 고정액을 준비하기 위해 40% 포르말린을 수돗물로 희석합니다. 에틸 알코올(100% 절대 또는 96%)은 섹션에서 수성 고정제(예: 글리코겐)에 용해되는 물질을 식별해야 하는 경우에 사용됩니다. 아세톤에서 연구 중인 물질(예: 뇌)은 몇 시간 동안만 고정됩니다. 뼈 조직과 같은 연구 대상 기관이 석회를 포함하는 경우 탈회 또는 석회화가 수행됩니다. 이렇게하려면 하루에 2-3 번 변경되는 5-8 % 질산 수용액에서 작은 뼈 조각을 낮추십시오 (실에 매달아 두는 것이 좋습니다). 탈회 결과는 가느다란 바늘을 뼈에 찔러서 판단하며 저항이 없으면 탈회가 완료된 것이다. 그런 프로 후
홍조과도한 양의 고정제를 제거하기 위해 수행됩니다. 예를 들어, 포르말린으로 고정한 후 흐르는 수돗물로 세척을 수행합니다.
탈수농도가 증가하는 에틸 알코올에서 재료를 압축하기 위해 수행: 50-70-100. 50% 및 70% 알코올을 준비하려면 96% 알코올을 증류수로 희석합니다. 100% 알코올을 제조하려면 황산구리를 완전히 탈수될 때까지 가열하고 탈수된 백색 분말에 96% 에틸 알코올을 첨가해야 합니다. 각 알코올 농도에서 재료는 조각의 크기, 기관의 구조에 따라 1-24시간 동안 보관됩니다. 70% 알코올에서 재료를 며칠 동안 보관할 수 있습니다.
채우다시험 샘플이 고체가 되는 매체에서 수행되어 얇은 섹션을 얻을 수 있습니다. 이렇게하려면 파라핀 (1-4 시간 함침), 셀로이딘 (3 주 동안 함침)을 사용하십시오. 지방을 드러내고 느슨한 조직과 기관을 연구할 때 젤라틴에 붓는 것이 사용됩니다.
조각썰매 또는 회전 마이크로톰에 수신합니다. 가장 얇은 부분(5-7 미크론)은 파라핀에 내장된 재료로 만들 수 있습니다. 15-20 미크론 두께의 섹션은 셀로이딘으로 채워진 재료로 준비됩니다. 동물성 원료 및 제품의 미세 구조를 연구하기 위해 원칙적으로 동결 기술이 사용됩니다. 긴 단계의 탈수 및 붓기가 제거되기 때문에 이렇게 하면 준비 준비 속도가 빨라집니다. 고정 및 세척 후, 대상물의 조각을 동결 마이크로톰의 습식 스테이지에 놓고 40-60 μm 두께의 섹션을 얻습니다. 섹션은 브러시로 물로 옮겨져 곧게 펴져 가장 얇은 칙칙한 조각의 모양을 얻습니다.
섹션 염색광학 현미경으로 검사하기위한 준비에서 다양한 구조의 대비를 높이기 위해 수행되었습니다. 염색 과정에서 복잡한 화학적 및 물리적 과정이 발생하므로 방법을 선택할 때 물리 화학적 특성이 다른 특정 염료에 대한 세포 구조의 선택적 친화도가 고려됩니다.
염료는 염기성(기초), 산성 및 특수염색이 있습니다. 염기성 염료로 염색된 구조를 호염기성,산성 염료 - 호산성, 호산성, 호산성.
기본 (기본) 염료 중 hematoxylin이 사용되어 핵의 염색질 및 단백질을 포함하는 기타 구조를 파란색 또는 자주색으로 염색합니다. 카민, 밝은 빨간색, 사프라닌 - 진한 빨간색 페인트, 티오닌 - 파란색 페인트로 코어를 색칠합니다.
산성 염료 중 eosin(세포질을 분홍색으로 염색), picric acid(노란색), fuchsin(벽돌색), indigo carmine(파란색)이 사용됩니다.
원료 및 축산물의 미세구조를 연구할 때 hematoxylin과 eosin을 이용한 복합염색이 가장 많이 사용된다. 이를 위해 물의 섹션을 1-3분 동안 헤마톡실린 용액으로 옮깁니다. 물에 20~30분간 씻고 에오신 용액에 3~5분간 담근 후 물로 3~5분간 씻는다. 나머지 물은 여과지로 제거하고 96% 에탄올 한 방울을 1-2분 동안 적용한 다음 크실렌 또는 톨루엔에 용해된 25% 카르볼산 용액에서 탈수한다. 그런 다음 밤 1-2방울을 상처에 바르고 커버슬립으로 덮습니다.
지방 함유물을 착색하는 염료 중 수단 111이 자주 사용되며 95cm 3 의 85% 에틸 알코올에 염료 용액을 제조하기 위해 5cm 3 의 아세톤을 첨가하고 포화 용액이 얻어질 때까지 수단 III 분말을 붓습니다. 염료가 과도하게 포함되어야 함). 혼합물을 50% C로 가열하고 여과하였다. 동결 마이크로톰에서 얻은 절편을 50% 에탄올에 1-2분 동안 넣은 다음 수단 III에 25분 동안 놓습니다. 섹션을 50% 알코올로 헹구고 증류수로 세척하고 글리세롤-젤라틴에 묻습니다.
중성 지방 방울은 수단 III의 지방 용해로 인해 주황색으로 변합니다. 지방 내포물은 오스믹산으로도 감지할 수 있지만 지방 구조는 검게 염색됩니다.
커버슬립 아래의 결론공기가 통하지 않는 환경에서 수행하고 절단을 오랫동안 유지할 수 있습니다. 스테인드 섹션은 강도가 증가하는 알코올에서 탈수되고 전나무, 캐나다 발삼 또는 글리세롤-젤라틴의 커버슬립 아래에 놓입니다(조제품이 알코올 및 크실렌과 접촉하지 않아야 함).
전자현미경용 표본 준비.생물학적 물체를 연구하기 위해 투과(투과)와 스캐닝(래스터)의 두 가지 유형의 전자 현미경이 사용됩니다.
투과형 전자현미경에서 검사 대상물을 처리하는 원리는 광학현미경과 동일한 원리(샘플링, 고정, 세척, 탈수, 붓기, 극박 섹션 준비, 대조)를 기반으로 합니다.
샘플 선택광학 현미경과 동일한 규칙에 따라 연구의 목적과 재료의 구조를 고려하여 수행됩니다. 연구 재료 조각의 부피는 1 mm 3 를 초과해서는 안 됩니다. 고정의 주요 목적은 조직을 가능한 한 생명에 가깝게 유지하는 것입니다.
정착구조를 더 잘 보존하기 위해 수행되므로 고정되는 조직 유형에 따라 값이 결정되는 특정 pH와 등장성을 가진 시약을 사용해야 합니다. 고정 프로세스는 접두사와 후위의 두 단계로 수행됩니다. 접두사는 글루타르알데히드(pH 7.2-7.4)의 2.5-3% 용액을 사용하고 고정시간은 2-4시간, 후정은 2% 용액(pH 7.2-7.4)에서 수행한다. 2시간 생체내 구조를 보존하기 위해 저온 고정제(0-4°C)를 사용하고 인산완충제, 카코딜레이트, 베로날아세테이트 용액에 고정제를 준비하는 것이 좋습니다.
홍조그것은 30 % 차가운 알코올로 5-7 번 수행되며 대상은 알코올의 각 부분에 30 분 동안 보관됩니다. 고정액의 산화 작용이 중단되면 고정액에서 이러한 상태로 세척됩니다.
탈수증가하는 강도의 에틸 알코올로 30분 동안 30, 50, 70, 96, 100% 수행. 일부 붓는 방법의 경우 탈수를 위해 아세톤과 프로필렌 옥사이드를 추가하는 것이 좋습니다.
채우다에폭시 수지(아랄다이트, 에폰 등)에서 수행됩니다. 캡슐의 수지 중합은 일반적으로 1-2일 이내에 경화될 때까지 60°C의 온도 조절기에서 수행됩니다.
초박형 섹션울트라마이크로톰에서 유리 칼을 사용하여 얻어지며 이를 위해 에폭시 블록은 사면체 잘린 피라미드 형태로 날카로워집니다. 연속적인 회백색 부분을 10% 에탄올이 있는 욕조에 넣습니다. 결과 섹션은 formvar 필름이 미리 적용된 표면에 구리 또는 팔라듐 메쉬에 장착됩니다. 필요한 구조를 나타내기 위해 메쉬의 섹션은 시트르산 납 및 아세트산 우라닐 용액으로 처리됩니다.
을 위한 주사전자현미경위의 고정제를 사용하여 연구 목적에 따라 테스트 샘플을 고정, 탈수합니다. 탈수 후 샘플을 홀더 물체에 붙이고 스퍼터링 장치에 넣고 금 또는 백금의 매우 얇은 층으로 코팅합니다. 투과 전자 현미경과 달리 주사 전자 현미경은 부식성 제제를 사용할 수 있습니다. 연구 대상에 일부 경화 물질을 부은 다음 캐스트와 표면을 검사합니다. 그들은 또한 동결 칩핑으로 얻은 복제품을 연구합니다. 이 경우 물체 표면의 균열의 인상을 조사합니다. 대비를 높이려면 금속 입자(금, 백금) 또는 석탄을 분사하여 복제본을 음영 처리해야 합니다.
시험 문제
- 1. 세포 구조, 조직 및 기관 연구에 어떤 방법이 사용됩니까?
- 2. 조직학적 제제 준비를 위해 샘플을 채취할 때 따라야 할 기본 규칙은 무엇입니까?
- 3. 뼈 조직 준비의 특징은 무엇입니까?
- 4. 시험 재료는 어떻게 고정됩니까?
- 5. 제제의 탈수에 사용되는 것은 무엇입니까?
- 6. 시험 재료를 붓는 데 어떤 매체가 사용됩니까?
- 7. 지방 조직을 감지하는 데 사용되는 염료는 무엇입니까?
- 8. 가장 일반적으로 사용되는 절편 방법은 무엇이며 그 이유는 무엇입니까?
- 9. 투과전자현미경과 주사전자현미경을 위한 표본 준비의 주요 단계의 이름을 지정하십시오.
조직학 - (그리스어로 "gistos" - 조직, 로지스 - 교육) 이것은 다세포 유기체와 인간 조직의 구조, 발달 및 중요한 활동에 대한 과학입니다. 이 과학의 주제인 물체는 육안으로 접근할 수 없습니다. 따라서 조직학의 역사는 육안으로 가장 작은 물체를 연구할 수 있는 그러한 도구를 만든 역사와 밀접하게 연결되어 있습니다. 2
조직학 과정은 일반적으로 다음 섹션으로 나뉩니다. n 1. 세포학은 세포 과학입니다. n 2. 발생학은 유기체의 시작부터 완전한 형성에 이르기까지 발달의 과학입니다. n 3. 일반 조직학 - 조직 고유의 일반적인 패턴에 대한 과학. n 4. 개인 조직학 - 기관 및 시스템의 구조, 발달을 연구합니다.
세포학 - (그리스어 κύτος "세포" 및 λόγος - "연구", "과학") n 살아있는 세포, 세포 소기관, 구조, 기능, 세포 재생산 과정, 노화 및 죽음을 연구하는 생물학의 한 분야. 네
EMBRYOLOGY n(다른 그리스어 ἔμβρυον - 배아, 배아 + -λογία λόγος - 가르침)은 배아의 발달을 연구하는 과학입니다. 5
1590년 세포 이론 창안의 역사. Jansen은 두 개의 렌즈를 연결하여 배율을 제공하는 현미경을 발명했습니다. 1665. Robert Hooke는 처음으로 세포라는 용어를 사용했습니다. 1650-1700년. Anthony van Leeuwenhoek는 박테리아와 기타 미생물을 처음 기술했습니다. 1700-1800년. 다양한 조직, 주로 야채에 대한 많은 새로운 설명과 그림이 출판되었습니다. 1827년 칼 베어는 포유류에서 알을 발견했습니다. 1831-1833년. 로버트 브라운은 식물 세포의 핵을 설명했습니다. 1838-1839년. 식물학자 Matthias Schleiden과 동물학자 Theodor Schwann은 서로 다른 과학자들의 아이디어를 결합하여 살아있는 유기체의 구조와 기능의 기본 단위가 세포라고 가정한 세포 이론을 공식화했습니다. 1855년 Rudolf Virchow는 모든 세포가 세포 분열의 결과로 형성된다는 것을 보여주었습니다.
1665년 세포 이론 창안의 역사. 영국 과학자인 물리학자인 Robert Hooke는 코르크의 한 부분을 현미경으로 조사하여 칸막이로 분리된 세포로 구성되어 있음을 발견했습니다. 그는 이 세포를 "세포"라고 불렀습니다.
세포 이론 창안의 역사 17세기에 Leeuwenhoek는 현미경을 설계하여 사람들에게 소우주의 문을 열었습니다. 다양한 섬모류, 로티퍼 및 기타 작은 생물들이 놀란 연구원들의 눈앞에서 번쩍였습니다. 물, 분뇨, 공기와 먼지, 흙과 배수구, 동식물 기원의 썩어가는 폐기물과 같은 가장 작은 유기체가 어디에나 있다는 것이 밝혀졌습니다.
세포 이론 1831-1833 창조의 역사. 로버트 브라운은 식물 세포의 핵을 설명했습니다. 1838년, 독일의 식물학자 M. Schleiden은 핵에 주목했고 핵이 세포의 기원이라고 생각했습니다. Schleiden에 따르면 nucleolus는 핵이 형성되는 과립 물질과 핵 주변 - 세포 및 핵이 세포 형성 과정에서 사라질 수 있습니다.
세포 이론 생성의 역사 독일 동물 학자 T. Schwann은 동물 조직도 세포로 구성되어 있음을 보여주었습니다. 그는 핵을 포함하는 세포가 모든 생물의 구조적 및 기능적 기초를 나타낸다는 이론을 만들었습니다. 세포 구조 이론은 1839년 T. Schwann에 의해 공식화되고 출판되었습니다. 그 본질은 다음 조항으로 표현될 수 있습니다. 1. 세포는 모든 생물 구조의 기본 구조 단위입니다. 2. 식물과 동물의 세포는 독립적이며 기원과 구조가 서로 동일합니다. 각 세포는 다른 세포와 독립적으로 기능하지만 모두와 함께 작동합니다. 3. 모든 세포는 구조가 없는 세포간 물질에서 발생합니다. (실수!) 4. 세포의 생명 활동은 껍질에 의해 결정됩니다. (오류!)
세포 이론 생성의 역사 1855년 독일 의사 R. Virchow는 일반화를 했습니다. 세포는 이전 세포에서만 발생할 수 있습니다. 이것은 유기체의 성장과 발달이 세포 분열 및 추가 분화와 관련되어 조직과 기관의 형성으로 이어진다는 사실을 깨닫게되었습니다.
세포이론의 창시자 칼 베어(Karl Baer)의 역사 1827년 카를 베어(Karl Baer)가 포유류에서 난자를 발견하고 포유류의 발달이 수정란에서 시작된다는 것을 증명했습니다. 이것은 모든 유기체의 발달이 하나의 수정란으로 시작된다는 것을 의미하며, 세포는 발달의 단위입니다.
세포 이론 생성의 역사 1865 유전 법칙이 출판되었습니다(G. Mendel). 1868년 핵산 발견(F. Miescher) 1873년 염색체 발견(F. Schneider) 1874년 식물 세포에서 유사분열 발견(I.D. Chistyakov) 1878년 동물 세포의 유사분열 발견(W. Fleming, P.I. Peremezhko) 1879년 플레밍 - 분열 중 염색체의 행동. 1882년 동물 세포에서 감수 분열이 발견됨(W. Fleming) 1883년 생식 세포의 염색체 수가 체세포보다 2배 적은 것으로 밝혀짐(E. Van Beneden) 1887년 식물 세포에서 감수 분열이 발견됨(E. Strasburger) 1898년 골지는 세포의 메쉬 기구인 골지체를 발견했습니다. 1914년 염색체 유전 이론이 공식화되었습니다(T. Morgan). 1924년 지구 생명의 기원에 대한 자연과학적 이론이 출판되었습니다(A. I. Oparin). 1953년 DNA 구조에 대한 아이디어가 공식화되고 그 모델이 만들어졌습니다(D. Watson 및 F. Crick). 1961년 유전자 코드의 특성과 특성이 결정됩니다(F. Crick, L. Barnet, S. Benner).
현대 세포 이론의 주요 조항 1. 세포는 유기체의 구조, 생명 활동, 생식 및 개별 발달의 단위인 기본 생활 시스템입니다. 2. 모든 살아있는 유기체의 세포는 상동성이며 구조와 기원이 균일합니다. 3. 세포 형성. 새로운 세포는 이미 존재하는 세포를 분열해야만 생성됩니다. 4. 세포와 유기체. 세포는 독립적인 유기체(원핵생물 및 단세포 진핵생물)일 수 있습니다. 모든 다세포 생물은 세포로 구성되어 있습니다. 5. 세포의 기능. 세포에서는 신진 대사, 과민성 및 흥분성, 운동, 번식 및 분화가 수행됩니다. 6. 세포 진화. 세포 조직은 생명의 여명기에 생겨 핵이 없는 형태(원핵생물)에서 핵 형태(진핵생물)로 진화적 발전의 먼 길을 갔다.
조직 표본의 현미경 검사 방법 1. 광학 현미경 검사법. 2. 자외선 현미경. 3. 형광(발광) 현미경. 4. 위상차 현미경. 5. 암시야 현미경. 6. 간섭 현미경 7. 편광 현미경. 8. 전자 현미경. 17
현미경 n 이 광학 기기를 사용하면 작은 물체를 관찰할 수 있습니다. 이미지 확대는 대물 렌즈와 접안 렌즈 시스템에 의해 달성됩니다. 거울, 콘덴서 및 조리개는 광속을 지시하고 물체의 조명을 조절합니다. 현미경의 기계 부품에는 삼각대, 대물대, 매크로 및 마이크로미터 나사, 튜브 홀더가 포함됩니다. 십팔
현미경 검사법의 특수 방법: - 위상차 현미경 - (살아있지 않은 살아있는 물체 연구용) - 현미경 검사법을 사용하면 살아있는 물체와 얼룩지지 않은 물체를 연구할 수 있습니다. 빛이 유색 물체를 통과할 때 광파의 진폭이 변하고, 무색 물체를 통과할 때 광파의 위상이 변하여 위상차 및 간섭 현미경에서 고대비 이미지를 얻는 데 사용됩니다. - 암시야 현미경(살아있지 않은 살아있는 물체를 연구하기 위한). 도색되지 않은 재료의 대조 구조를 강조하는 특수 콘덴서가 사용됩니다. 암시야 현미경을 사용하면 살아있는 물체를 관찰할 수 있습니다. 관찰된 물체는 암시야에서 조명된 것처럼 나타납니다. 이 경우 조명기에서 나오는 광선은 측면에서 물체에 떨어지고 산란된 광선만 현미경 렌즈로 들어갑니다. 19
현미경의 특별한 방법 Luminescent mic-p (살아있는 얼룩이 없는 물체 연구용) 현미경은 형광성(발광) 물체를 관찰하는 데 사용됩니다. 형광 현미경에서 강력한 광원의 빛은 두 개의 필터를 통과합니다. 하나의 필터는 시료 앞의 빛을 차단하고 시료를 여기시키는 파장의 빛이 형광을 발하도록 합니다. 다른 필터는 형광체에서 방출되는 파장의 빛을 통과시킵니다. 따라서 형광체는 한 파장의 빛을 흡수하고 스펙트럼의 다른 영역에서 빛을 방출합니다. -자외선 능력 m-pa) mic-p(해상도 증가 -편광 mic-p(분자 배열이 규칙적인 연구 대상 - 골격, 근육, 콜라겐 섬유 등)) 현미경 - 무색 이방성 구조의 이미지 형성(예: 콜라겐 섬유 및 근원섬유).20
현미경의 특수 방법 - 간섭 현미경(세포의 건조 잔류물을 결정하고 물체의 두께를 결정하기 위해) - 현미경은 위상차와 편광 현미경의 원리를 결합하고 얼룩이 없는 물체의 대비 이미지를 얻는 데 사용됩니다. 특수 간섭 광학(Nomarsky optics)은 차등 간섭 대비를 가진 현미경에 적용됩니다. C. 전자 현미경: -투과(투과를 통한 물체 연구) -스캐닝(물체 표면 연구) 이론적으로 투과 EM의 분해능은 0.002nm입니다. 현대 현미경의 실제 해상도는 0.1nm에 가깝습니다. 생물학적 개체의 경우 실제로 EM 해상도는 2nm입니다. 21
특수 현미경 기술 투과 전자 현미경은 음극 필라멘트에서 방출된 전자가 진공에서 통과하는 기둥으로 구성됩니다. 링 자석에 의해 집속된 전자빔이 준비된 샘플을 통과합니다. 전자 산란의 특성은 샘플의 밀도에 따라 다릅니다. 시료를 통과한 전자에 초점을 맞추고 형광체 스크린에서 관찰하고 사진판을 사용하여 기록합니다. 주사 전자 현미경은 연구 대상의 표면의 3차원 이미지를 얻는 데 사용됩니다. 칩핑 방법(동결-절단)은 세포막의 내부 구조를 연구하는 데 사용됩니다. 세포는 동결 보호제의 존재하에 액체 질소 온도에서 동결되고 칩을 만드는 데 사용됩니다. 절단면은 지질 이중층의 소수성 중간을 통과합니다. 멤브레인의 노출된 내부 표면은 백금으로 음영 처리되고 생성된 복제본은 스캐닝 EM에서 연구됩니다. 22
특수(비현미경) 방법: 1. 세포 또는 조직화학 - 핵심은 다양한 물질(단백질, 효소, 지방, 탄수화물, 등.). 광학현미경이나 전자현미경 수준에서 적용할 수 있다. 2. 세포광도계 - 1과 조합하여 세포조직화학적 방법으로 동정된 단백질, 효소 등을 정량할 수 있는 방법 3. 자가방사선촬영(Autoradiography) - 화학원소의 방사성 동위원소를 함유하는 물질을 체내에 도입함. 이러한 물질은 세포의 대사 과정에 포함됩니다. 국소화, 장기에서 이러한 물질의 추가 움직임은 방사선에 의한 조직 학적 제제에서 결정되며, 이는 제제에 적용된 사진 유제에 의해 포착됩니다. 4. X선 회절 분석 - 생물학적 미세 물체의 분자 구조를 연구하기 위해 세포 내 화학 원소의 양을 결정할 수 있습니다. 24 5. 형태측정 - 바이올의 크기 측정. 세포 및 세포 내 수준의 구조.
특수(비현미경) 방법 6. Microurgy - 현미경으로 micromanipulator로 매우 섬세한 작업 수행(핵 이식, 세포에 다양한 물질 도입, 생체 전위 측정 등) 6. 세포 및 조직 배양 방법 - in 다양한 신체 조직에 이식된 영양 배지 또는 확산 챔버. 7. 초원심분리 - 다양한 밀도의 용액에서 원심분리에 의한 세포 또는 세포내 구조의 분획. 8. 실험 방법. 9. 조직 및 장기 이식 방법. 25
고정은 세포, 조직 및 기관의 구조를 보존하고 세균 오염 및 효소 소화를 방지하며 화학적 가교를 통해 거대분자를 안정화합니다. 32
액체 포르말린, 알코올, 글루타르알데히드 고정 - 가장 일반적인 고정제; 동결 고정 - 액체 질소(-196°C)에서 샘플을 순간적으로 동결하여 구조를 가장 잘 보존합니다. 동결 건조 - 조직의 작은 조각이 급속 동결되어 대사 과정이 중지됩니다. 탈수 - 물을 제거하기 위한 표준 절차는 알코올 농도를 증가시키는 탈수(70~60%)입니다. 충전재 - 직물을 내구성있게 만들고 절단 중 부서짐과 주름을 방지하여 표준 두께의 절단을 가능하게 합니다. 가장 일반적인 포매 매체는 파라핀입니다. 셀로이딘, 플라스틱 매체 및 수지도 사용됩니다. 33
탈수는 삽입 매체의 침투를 위해 고정 조직을 준비합니다. 살아있는 조직의 물과 고정 혼합물의 물(대부분의 고정제는 수용액임)은 고정 후 완전히 제거해야 합니다. 물을 제거하는 표준 절차는 60°에서 100° 강도로 알코올의 탈수를 증가시키는 것입니다. 34
채우기는 섹션 준비에 앞서 필요한 절차입니다. 충전재는 원단을 튼튼하게 하고 재단 시 구겨지거나 구겨지는 것을 방지하며 표준 두께의 얇은 부분을 얻을 수 있습니다. 가장 일반적인 포매 매체는 파라핀입니다. 셀로이딘, 플라스틱 매체 및 수지도 사용됩니다. 35
회전하는 마이크로톰. 40 n 오르간 조각을 포함하는 블록이 이동식 개체 홀더에 고정됩니다. 내리면 일련의 섹션이 칼에 남아 있고 칼에서 제거되어 추가 처리 및 현미경 검사를 위해 유리 슬라이드에 장착됩니다.
조직절편 염색 방법: n 핵(기본): n 헤마톡실린 - 염색 n n n n 핵 청색; 철 헤마톡실린; 아주르 II(보라색); 카민(빨간색); 사프라닌(빨간색); 메틸 블루(파란색으로); 톨루이딘(파란색); 티오닌(파란색). n 세포질-(산): n 에오신 - 분홍색; n 에리트로신; n 주황색 "G" ; n 신 푹신 - 빨간색으로; n 피크르산 - 노란색; n 콩고 - 빨강 - 빨강 44
조직 절편을 염색하기 위한 특수 방법 n 수단 III – 지질 및 지방의 주황색 염색; n 오스믹산 - 지질과 지방의 흑색 착색; n orcein - 탄성 섬유의 갈색 착색; n 질산은 - 짙은 갈색의 신경 요소 함침. 45
세포 구조: n OXYPHILI산성 염료로 분홍색을 염색하는 능력 n 염기성 염료로 파란색으로 염색하는 호염기성 능력 n 호중구 - 산성 및 염기성 염료로 보라색을 염색하는 능력. 47
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세포 n은 세포질, 핵, 막으로 구성된 기본 생활 시스템이며 동물 및 식물 유기체의 발달, 구조 및 생명의 기초입니다.
글리코칼릭스는 단백질 결합 당류와 지질 결합 당류로 구성된 외막 복합체입니다. 기능 n 수용(호르몬, 사이토카인, 매개체 및 항원) n 세포간 상호작용(과민성 및 인식) n 정수리 소화(장 경계 세포의 미세 융모)
cytolemma의 기능: - 구분; - 양방향으로 물질의 능동적 및 수동적 수송; - 수용체 기능; 이웃 세포와 접촉.
기본 연구 대상 조직학적 제제이며 주요 연구 방법은 현미경입니다.
조직학적 준비는 충분히 투명하고(얇고) 대비되어야 합니다. 그것은 살아있는 구조와 죽은(고정된) 구조로 만들어집니다. 제제는 세포 현탁액, 도말, 각인, 필름, 전체 제제 및 얇은 부분일 수 있습니다.
현미경 연구를 위한 조직학적 준비 과정에는 다음과 같은 주요 단계가 포함됩니다. 1) 재료를 채취하여 고정합니다. 2) 재료 압축; 3) 섹션 준비; 4) 염색 또는 대조 섹션; 5) 섹션의 결론.
염색을 위해 산성, 중성 및 염기성 등 다양한 pH 값을 갖는 특수 조직학적 염료가 사용됩니다. 그들에 의해 염색된 구조를 각각 호산성, 호중성(이종성) 및 호염기구라고 합니다.
조직학은 어떤 방법을 사용합니까? 그것들은 매우 많고 다양합니다.
현미경 사용.
광학현미경. 현대 현미경은 고해상도입니다. 해상도는 개별적으로 볼 수 있는 인접한 두 점 사이의 최소 거리(d)로 정의됩니다. 이 거리는 빛의 파장(λ)에 따라 달라지며 공식으로 표현됩니다. d = 1/2 λ.
스펙트럼의 가시 부분의 최소 파장은 0.4 µm입니다. 따라서 광학현미경의 분해능은 0.2 µm이고 전체 배율은 2500배에 이릅니다.
자외선 현미경 . 자외선의 파장은 0.2μm이므로 자외선 현미경의 분해능은 0.1μm이지만 자외선은 눈에 보이지 않기 때문에 조사 대상물을 관찰하기 위해서는 발광 스크린이 필요합니다.
형광(발광) 현미경. 많은 물질에 흡수된 단파(보이지 않는) 방사선은 전자를 여기시켜 더 긴 파장의 빛을 방출하여 스펙트럼의 가시적인 부분이 됩니다. 따라서 현미경의 해상도가 향상됩니다.
위상차 현미경 무색 개체를 방출할 수 있습니다.
편광 현미경 콜라겐 섬유와 같은 조직학적 구조의 건축학을 연구하는 데 사용됩니다.
전자현미경 수만 배 확대된 물체를 연구할 수 있습니다.
현미경 사진 및 마이크로필름 . 이러한 방법을 통해 사진 속의 고정된 물체와 움직이는 살아있는 미세한 물체를 연구할 수 있습니다.
질적 및 양적 연구 방법.
히스토 –및 세포화학 , 정량을 포함하여 조직, 세포 및 세포하 수준에서 연구 중인 개체의 정성적 분석을 허용합니다.
세포분광광도법 특정 파장의 빛을 관련 염료에 의해 흡수하여 세포와 조직에 있는 특정 생물학적 물질의 정량적 함량을 연구할 수 있습니다.
차동 원심 분리 질량이 서로 다른 셀의 내용을 분리할 수 있습니다.
방사선 촬영 이는 대사 과정에서 방사성 표지(예: 방사성 요오드, H³-티미딘 등)의 포함을 기반으로 합니다.
형태측정 접안렌즈와 개체 마이크로미터 및 특수 그리드를 사용하여 세포의 면적과 부피, 세포의 핵 및 소기관을 측정할 수 있습니다.
컴퓨터 응용 디지털 자료의 자동 처리용.
조직 배양 방법신체 외부의 세포와 조직의 생존과 분열의 유지입니다. 이를 위해 세포의 중요한 활동에 필요한 모든 조건이 생성되는 영양 배지가있는 특수 용기가 사용됩니다. 이 방법을 사용하여 세포의 분화 및 기능적 발달, 악성 형질전환의 패턴 및 종양 과정의 발달, 세포간 상호작용, 바이러스 및 미생물에 의한 세포 및 조직 손상, 대사에 대한 약물의 영향을 연구할 수 있습니다. 세포 및 조직 등에서의 과정
생체내(중요) 염색 식균 작용의 현상과 대식세포의 활동, 세뇨관의 여과 능력 등을 연구하는 데 사용됩니다.
조직 이식 방법. 이 방법은 세포가 다른 유기체에 이식될 때 세포의 행동과 형태 기능적 상태를 연구하는 데 사용됩니다. 예를 들어, 이 방법은 동물이 치사량의 방사선에 노출되도록 하는 데 사용됩니다.
미세조작.이 방법은 분자 생물학, 유전 공학 및 복제에도 사용되어 왔으며, 마이크로 조작기를 사용하여 반수체 염색체 세트가 있는 난자에서 핵을 제거하고 이배체 염색체 세트가 있는 체세포 핵을 이식하는 복제에 사용되었습니다.
존재 많은 연구 방법, 그 중 다음이 눈에 띈다: 필름 및 비디오 녹화를 사용한 살아있는 배아 관찰(주로 실험에 사용됨). 이를 위해 배아가 발달하는 열 챔버에 연결된 특수 현미경 사진 장치가 사용됩니다. 예를 들어, 닭 배아의 발달을 연구할 때 투명한 판으로 닫혀 있는 껍질에 창을 만듭니다. 이 방법을 통해 발달 과정에서 배아의 모양과 크기 변화의 역학을 추적하고 개선할 수 있었습니다.
고정 슬라이스 방법광학현미경과 전자현미경, 조직방사선촬영, 조직 및 면역세포화학을 이용한 배아. 이러한 방법을 사용하면 배아 일부의 발달 역학에서 조직 및 세포 내 변화를 분석할 수 있습니다. 조직 및 면역 세포 화학적 방법을 사용하여 DNA, RNA, 단백질, 특정 수용체 단백질 등의 합성과 같은 배아 세포에서 발생하는 생화학적 과정을 연구합니다. 이러한 방법을 사용하여 발달 과정에서 세포 및 조직 분화에 대한 중요한 정보를 얻었습니다. 배아와 태아의.
표시 방법, W. Vogt(1888-1941)가 1925년에 제안한 것으로, 발달 중인 배아에서 세포 운동을 연구할 수 있습니다. 이를 위해 특정 단백질에 대한 항체뿐만 아니라 배아에 독성이 없는 마커(예: 중성 적색, 목탄 입자)가 사용됩니다. 항체를 사용할 때 형광 염료 및 배아 단백질과 결합하는 능력이 사용됩니다. 형광 현미경의 도움으로 염료의 분포를 추적하고 배아의 발달 조직에서 단백질 합성의 역학을 연구합니다.
미세 수술 방법 G. Spemann (1869-1941) 학교의 대표자들에 의해 20 세기 초에 개발되었습니다. 여기에는 동물 알의 껍질 제거, 한 배아의 일부를 다른 배아로 이식 등이 포함됩니다. 이러한 방법은 또한 배아 또는 그 개체의 일부가 파괴된 결과(예: 레이저 빔 사용)를 연구하는 데 사용됩니다. 세포. 미세 수술의 일종인 이식은 세포 이동 경로와 조직 발달의 원인을 확인하는 데 사용됩니다. 동시에, 배아의 부위, 예를 들면 메추라기를 닭의 배아의 동일한 부위에 원격 부위 대신에 이식한다. 메추라기 세포 핵은 특징적인 구조를 가지고 있으므로 닭 배아 세포의 핵과 구별됩니다.
외식- 배아의 작은 부분을 절제하고 인공 환경에서 재배합니다. 이 방법을 사용하면 배아의 주어진 영역에서 조직 발달의 근원에 대한 정보를 얻고 조직 유전적 발달 패턴을 식별할 수 있습니다.
핵 이식- 배아 복제 방법. 예를 들어, 발톱 개구리 올챙이의 장 상피 세포에서 핵을 개구리 알에 이식하면 핵이 자외선에 의해 비활성화되어 새로운 개체가 나타납니다(Gerdon의 실험). 이 실험은 고등 척추동물 복제의 토대를 마련했고 유명한 양 돌리의 출현(1997년)에 기여했습니다. 유사한 발생학적 실험은 체세포의 핵이 새로운 유기체의 발달을 위한 완전한 유전 정보 세트를 포함한다는 것을 설득력 있게 보여주었습니다.
최신 업적 실험 발생학체외 수정 방법의 개발이었습니다. 시험관 내에서 잉태된 배아를 자궁에 이식하는 것은 불임 치료의 기본입니다. 1973년 L. Shettles(미국)는 불임 여성의 난소에서 배란 전 난자를 제거하고 남편의 정자와 수정했습니다. 이것이 불임 치료를 위해 인간 배아를 이식하는 기술의 시작이었습니다. 그러나 1978년 영국에서 겨우 8개의 할구 단계에서 인간 배아를 불임 여성의 자궁에 성공적으로 이식한 결과, 배양 2.5일 만에 세계 최초의 "시험관" 어린이 체중을 측정하게 되었습니다. 2700g 등장.